1.轉化細胞消化：取健康待克隆細胞，吸出瓶內培養液，加消化液。 

2.低密度細胞懸液的制備：做克隆細胞時首先需先用消化法制備出分散成單個細胞懸液，然后稀釋細胞，使之成為1~2細胞/毫升懸液，zui適宜細胞密度為1~2細胞/ml培養液。 
3. 接種：先用吸管輕輕吹打細胞懸液，使混懸均勻，繼用加樣器向塑料培養板每孔內加0.5毫升。接種時要迅速準確，爭取在zui短時間內加完，以免培養液蒸發，然后迅速蓋好蓋板，置CO2溫箱培養。 
4. 標記：培養6~12小時后，待細胞下沉冰貼附于培養板孔底后，從溫箱中取出，置倒置光顯微鏡臺上，觀察和標記下含有單個細胞的孔，置CO2溫箱培養。在培養中一般無需換液，只有在細胞增長過于緩慢時才可進行換液。換液時先吸除舊培養基，但不要吸除過多，余少許，以免細胞干涸。然后再迅速補加新鮮克隆培養液，繼續培養3~4周。待孔內轉化細胞增至500~600個時，可進行分離培養。 
5. 分離擴大培養：培養86~96小時后進行觀察。挑選生長良好的單細胞克隆孔，先吸除舊培養液，用Hanks洗1~2次，繼加胰蛋白酶少許，加入量已能覆蓋細胞群即可，如過多，應吸除多余消化液。置于倒置顯微鏡下窺視，待發現細胞變圓時，加入0.1ml含10%血清的克隆培養基，用吸管輕輕吹打，當細胞離開底物懸浮后，一并吸入管內，移入另瓶或皿中，再補加一定量克隆培養液，置CO2溫箱中繼續培養、增殖，使之形成新的細胞群后，即轉用常規培養法培養。 

必須保證分離出來的細胞確為一個而不是兩個或更多。因此必須提高克隆形成率才易克隆成功，為此常采取以下一些措施： 
使用適應性培養基或條件培養基（Conditional Medium）。制備方法： 
1.培養同源細胞（未克隆前時的同一細胞）至半匯合狀態時，更換一次培養液，再繼續培養24~48小時后，吸出所有培養液。 
2.離心：3000~4000/分離心10分鐘，吸取上清液。 
3.濾過：再經直徑0.22μm濾孔的濾膜過濾，轉化細胞低溫凍存貯備用；用時取1分適應培養基+2分培養基混合使用。